Se han reportado diversas especies de Alternaria de interés agrícola y ornamental, causando enfermedades como mancha y tizón foliar (Palemón-Alberto et al., 2024). Dentro de las especies afectadas se encuentra la cebolla (Reyes-Tena et al., 2023), crisantemo (Chrysanthemum morifolium) (Domínguez-Serrano et al., 2016) y papayo (Carica papaya) (Vásquez-López et al., 2012). En cactáceas se asocia a la enfermedad de la mancha dorada y mancha negra (Montiel-Salero et al., 2022; Chavarría-Cervera et al., 2024). Oficialmente se conocen al menos 10 especies diferentes de Alternaria en México en 23 hospederos de importancia económica, que están distribuidos en 15 estados (Cuadro 1). No obstante, se tiene desconocimiento de su amplia distribución del hongo en cultivos de interés, así como en hospedantes alternos.

Cuadro 1

Especie reportada	Hospedero	Área geográfica	Referencia
A. alternata, A. tenuissima	Chrysanthemum morifolium	Yucatán	Dominguez-Serrano et al., 2016
A. limicola	Citrus paradisi, C. aurantium, C. macrophylla y C. sinensis	Colima	Palm y Civerolo, 1994
A. alternata	Triticum spp.	Sonora	Mata-Santoyo et al., 2018
A. tomato	Helianthus annuus	Yucatán	Poudel et al., 2019
A. alternata	Fragaria×ananassa	Guanajuato	Mariscal-Amaro et al., 2017
A. alternata	Carica papaya	Guerrero	Vásquez-López et al., 2012
A. tenuissima, A. alternata	Brassica oleracea	Guanajuato	Fraire-Cordero et al., 2010
A. alternata	Opuntia matudae	Hidalgo	Montiel-Salero et al., 2022
A. alternata	Avena sativa	Tlaxcala	Leyva-Mir et al., 2014
A. embellisia	Allium sativum	Coahuila	Delgado-Ortiz et al., 2019
A. alternata	Brassica oleracea var. italica	Guanajuato	Arratia-Castro et al., 2022
A. solani	Solanum lycopersicum	Chiapas	Quiroga-Madrigal et al., 2007
A. tenuissima	Salix bonplandiana	Estado de México	González-Díaz et al., 2011
A. chrysanthemi	Chrysanthemum morifolium	Yucatán	Villanueva-Couoh et al., 2004
A. alternata	Jatropha curcas	Sinaloa	Espinoza-Verduzco et al., 2012
A. alternata	Solanum lycopersicum	Sinaloa	Félix-Gastélum y Gálvez-Figueroa, 2002; Troncoso- Rojas et al., 2005
A. tenuissima	Malus x domestica	Chihuahua	Madrid-Molina et al., 2023
A. solani	Capsicum chinense	Yucatán	Cristóbal et al., 2006
A. alternata	Allium cepa	Michoacán	Reyes-Tena et al., 2023
A. alternata	Ficus carica	Morelos	Saavedra et al., 2020
A. alternata	Opuntia ficus-indica	Colima	Chavarría-Cervera et al., 2024
A. arborescens	Capsicum pubescens	Guerrero	Palemón-Alberto et al., 2024
Alternaria sp.	Vaccinium sp.	Michoacán	Mondragón-Flores et al., 2012
A. solani,A. alternata	Capsicum annuum	Chihuahua	Guigón-López et al., 2001
A. alternata	Cyamopsis tetragonoloba	Sinaloa	García-León et al., 2024
Alternaria spp.	Capsicum annuum	Sinaloa	Guerrero-Santana y Vega-Camargo, 2024
A. burnsii A destruens	Plumeria obtusa	Sinaloa	Márquez-Licona et al., 2025
A. alternata	Vaccinium corymbosum	Sinaloa	Nuñez-García et al., 2025

Su importancia de este hongo depende de la incidencia y severidad que puede generar en los diferentes cultivos. Por ejemplo, se ha determinado la incidencia de la mancha foliar causada por Alternaria en cultivos de crisantemo de hasta el 30 %, con síntomas en forma de manchas en el margen de las hojas de forma circular u ovaladas de color café a negro con halos amarillos y otras hojas completamente amarillas (Domínguez-Serrano et al., 2016). El tizón foliar en cultivo de cebolla (Allium cepa), se reporta incidencia del 20 % en verano, con síntomas en forma de manchas de color café y morado en las hojas, mientras que en invierno la incidencia puede llegar hasta el 80 %, con manchas foliares moradas y lesiones secas. Estos síntomas mercan el crecimiento del bulbo (Reyes-Tena et al., 2023).

Sinaloa, es un estado predominante por su alta producción de cultivos como maíz, frijol, chile y jitomate, el cual ha registrado problemas por este hongo. Se ha reportado el moho negro en frutos maduros de tomate (Solanum lycopersicum), causada por A. alternata, donde la severidad varía de acuerdo a las condiciones de humedad prevalecientes durante la madurez en frutos. Cuando se presentan períodos prolongados de rocío, lluvia o alta humedad relativa, los conidios de A. alternata germinan en respuesta a nutrientes solubles presentes en la superficie de los frutos. Los síntomas de enfermedad varían desde pequeñas lesiones superficiales de color café claro hasta lesiones necróticas hundidas, y se produce una capa negra de conidios sobre el tejido infectado (signo). Esto representa una pérdida económica para los productores cuando la incidencia de la enfermedad supera el 8 % (Félix-Gastélum y Gálvez-Figueroa, 2002). Adicionalmente, se ha reportado A. alternata ocasionando pudrición blanda y lesiones hundidas en frutos de tomate, mancha foliar en guar (Cyamopsis tetragonoloba) (Félix- Gastélum y Gálvez-Figueroa, 2002; García-León et al., 2024); Alternaria spp. También ocasiona mancha foliar en ajonjolí (García-Espinoza, 2022) y pudrición de fruto en chile (Guerrero-Santana y Vega-Camargo, 2024).

Alternaria no solo afecta el follaje y frutos de los cultivos, también puede causar el tizón de inflorescencias en Jatropha curcas ocasionada por A. alternata en Sinaloa, donde se observan lesiones pequeñas de color marrón oscuro que al fusionarse forman lesiones necróticas más grandes, lo que provoca la caída de las flores (Espinoza-Verduzco et al., 2012). En almácigos y semillas de chile (Capsicum annuum) induce la secadera temprana (damping-off) en almácigos y semillas en Aguascalientes y Zacatecas, México, con asociaciones con Alternaria, Fusarium y Rhizoctonia (Velásquez-Valle et al., 2007).

Por otro lado, las malezas son de importancia al ser hospedantes de este hongo al encontrarse asociados o cerca de cultivos de relevancia económica. Por ejemplo, en Sinaloa se ha reportado el tizón foliar (Alternaria spp.) en tabaco silvestre (Nicotiana glauca) el cual crece al costado de los canales de riego y drenes. En las hojas se observan síntomas como lesiones irregulares de color café claro a oscuro en forma irregular. La severidad es mayor cuando los periodos diarios de follaje mojado varían de 15 a 18 h y la temperatura oscila entre 14 y 28 °C. Por su parte, especies de Alternaria de la Sección Alternata se relacionan con el tizón foliar en tabaquillo (Nicotiana trigonophylla) y chichiquelite (Solanum nigrum) y Alternaria ricini se ha asociado como el tizón foliar en higuerilla silvestre (Ricinus comunis) y lesiones foliares en tabacón (Nicotiana glauca) y tabaco silvestre (Figura 2D-E) (Félix-Gastélum et al., 2023).

Generalmente, este hongo se ha caracterizado por síntomas característicos; sin embargo, se ha reportado con asociaciones con otros hongos, como la mancha negra en nopal (Opuntia ficus-indica) es causada por una asociación de Alternaria alternata, Corynespora cassiicola y Neocytalidium dimidiatum; entre estos, A. alternata, ha registrado incidencia de hasta el 60 %, con síntomas de ablandamiento de los cladodios, así como lesiones de color negro de forma circular e irregular (Figura 2C) (Chavarría-Cervera et al., 2024). El mismo patógeno es causante de la mancha dorada, descrita en México en O. matudae (Xoconostle), que genera lesiones en cladodios de color amarillo o clorosis cerca de las areolas, que posteriormente se forma una mancha dorada que evoluciona a necrosis del tejido (Figura 2A) (Montiel-Salero et al., 2022).

Figura 2

Otro caso de asociación con otros hongos es la pudrición del florete en el cultivo de brócoli (Brassica oleracea var. italica), que reduce la calidad y rendimiento del cultivo, cuando se tiene alta humedad relativa (70 %) y temperatura de 30 °C, las pérdidas superan el 40 % (Arratia-Castro et al., 2022). Alternaria tenuissima, A. alternata y Fusarium oxysporum se asociaron como los causantes de la enfermedad en variedades comerciales Marathon, Patron y Monaco en Guanajuato (Fraire-Cordero et al., 2010). Mientras que Arratia-Castro et al. (2022) reportaron la asociación de A. alternata, F. verticillioides y F. oxysporum como agentes causales de la pudrición del florete de brócoli (Figura 2B).

Para establecer medidas de control, se requiere hacer un diagnóstico del agente causal de la enfermedad con el fin establecer estrategias de manejo acorde al cultivo. Con el objetivo de realizar un manejo integrado, al menos se establecen tres técnicas, las cuales se basan en el control químico, cultural, físico, biológico. De este último, como el uso de agentes de control biológico, extractos vegetales y microalgas. Aunque el control químico es la alternativa más eficaz, el uso inadecuado de los mismos ha ocasionado contaminación en los agroecosistemas, aunado al riesgo en salud pública por el manejo de estos productos (Zavaleta-Mejía, 1999; Zepeda-Jazo, 2018).

Control químico. Es uno de los métodos más utilizados por productores agrícolas por tener una gran eficacia y resultados rápidos. Los principales grupos químicos utilizados para el control de Alternaria spp. son los triazoles, en este grupo se encuentra el propiconazol, este fungicida sistémico inhibe el crecimiento radial micelial y la germinación de los conidios, al igual que la mezcla de azoxystrobin + ciproconazol, del grupo de los metoxiacrilatos y triazoles (Ramírez-Jiménez et al., 2025). La mezcla de ambos grupos químicos también se evaluó con azoxystrobin + epoxiconazol, que retrasa la senescencia de plantas de trigo e indujo un aumento de la enzima antioxidante superóxido dismutasa y reducción de los niveles de O₂ (Wu y Tieddmann, 2001). Del grupo de las carboxamidas, Captan inhibe el crecimiento micelial al interferir en la respiración celular, dificultando el desarrollo del micelio y se transloca a diversos tejidos a través del tratamiento a semillas o suelo; así como los ditiocarbamatos, mancozeb, modifica e inactiva las proteínas involucradas en la traducción y transcripción del ADN (Zarate-Ramos et al., 2022). Los cloronitrilos (Clorotalonil), reducen el crecimiento micelial ya que este compite con el gliceraldehido-3-fosfato por el sitio activo de la gliceraldehido-3-fosfato deshidrogenasa y reduce las moléculas de glutatión fúngico a formas alternativas; así mismo se ha observado la degradación a subproductos que se unen a sitios objetivo (Fairchild et al., 2013).

Aunque en algunos casos se emplea la combinación de fungicidas del mismo modo de acción para el mismo cultivo o patógeno, estudios han demostrado que especies de Alternaria han mostrado resistencia cruzada con mancozeb, tebuconazol, iprodiona, fludioxonil y ciprodinil en Grecia (Malandrakis et al., 2015) y mancozeb y difenoconazol en China, sugiriendo que el uso de fungicidas no específicos del sitio puede generar menor sensibilidad en los patógenos y mayor capacidad de generar enfermedades, lo que representa un riesgo en la producción agrícola (Yang et al., 2019).

También se utiliza el fungicida sistémico Amistar GS® (azoxystrobin) en 500 ppm contra

A. chrysanthemi, el cual puede reducir intensidad del daño foliar en un 50 % y además de asociarse con una menor tasa de infección con respecto a otros fungicidas sintéticos (Villanueva-Couoh et al., 2004). En frutos postcosecha e in vitro se ha utilizado el isotiocianato de bencilo, con resultados favorables al utilizar 0.1 mg mL-1 y 0.56 mg mL-1; siendo un controlador eficiente en frutos sin afectar la calidad (Troncoso-Rojas et al., 2005). No obstante, es importante destacar del tiempo de aplicación de los agroquímicos en la floración o formación del fruto y la permanencia de estos en los frutos para evitar la residualidad en poscosecha.

De la misma manera, se han evaluado in vitro Fosetyl aluminio (800 ppm), Azoxystrobin (500 ppm), Imazalil (750 ppm), Procloraz (450 ppm), Benomilo (500 ppm) y Thiabendazol (600 ppm); sin embargo, solo se demostró que Imazalil y Procloraz presenta una efectividad al 100 % sobre Alternaria sp. (Herrera et al., 2011). Esto sugiriere la posible resistencia de especies de Alternaria contra algunos agroquímicos. Por ello, es pertinente estudiar en el país sobre la resistencia que han adquirido las especies de Alternaria de los productos disponibles en el mercado.

En Sinaloa se evaluó in vitro Azoxystrobin a dosis de 7 y 10 ppm, aunque inhibió hasta 99.5

% la germinación de conidios de Alternaria alternata no redujo el crecimiento micelial (Félix- Gastélum y Gálvez-Figueroa, 2002). No obstante, el control químico no es amigable con el ambiente por lo que genera contaminación ambiental y daño a la salud humana a los consumidores por residuos tóxicos en los alimentos y en los trabajadores que se encuentran en contacto directo con los productos químicos (Rangel-Ortíz et al., 2023), por lo que es pertinente la interacción de otras estrategias de manejo.

Control químico basado en la fenología del cultivo. Si bien en México existe escasa información sobre sistemas de predicción basados en la fenología del cultivo, variables ambientales y densidades del inóculo para el inicio de aplicaciones preventivas de los fungicidas químicos en el manejo de enfermedades causadas por especie de Alternaria, existe información en otros países sobre el uso eficiente de fungicidas. En México se han determinado etapas de mayor incidencia y severidad causados por Alternaria en cultivos de cebolla; sin embargo, existe escasa información sobre la aplicabilidad de esta información (Reyes-Tena et al., 2023). En Israel se determinaron los periodos de mayor susceptibilidad de A. alternata en el cultivo de manzana mediante el desarrollo de una estrategia de manejo fenológico, al sincronizar las aplicaciones de fungicidas con la etapa máxima de susceptibilidad del fruto es una estrategia efectiva para controlar la pudrición de Alternaria, con esto se puede optimizar el uso de fungicidas, reducir costos y minimizar problemas de resistencia (Lior et al., 2018).

Por otra parte, es importante considerar la carga de inóculo en el manejo preventivo con fungicidas químicos. Por ejemplo, la carga de inóculo influye en la severidad de la mancha foliar causada por A. brassicae en el cultivo de coliflor; para un manejo efectivo de la enfermedad es importante controlar la cantidad de inóculo en el suelo, el monitoreo constante y tomar en cuenta la carga de inóculo como factor clave para interpretar la eficacia del control químico (Sunitha y Jha, 2023).

Control biológico. Diversos microorganismos se han evaluado como agentes de control biológico de hongos fitopatógenos, el género más estudiado es Trichoderma, en México las principales especies que se ha reportado como biocontrol contra especies fitopatógenas de Alternaria son T. harzianum, T. asperellum y T. viride (Allende-Molar et al., 2022). Este género tiene mecanismos para controlar el crecimiento y desarrollo de fitopatógenos como: 1) antibiosis, mediante metabolitos secundarios que alteran la permeabilidad de las membranas lipídicas de los fitopatógenos, 2) competencia por espacio y nutrientes, por su rápido crecimiento logra colonizar espacios por los que compiten otros microorganismos e incluso, coloniza los sitios de unión de los fitopatógenos a la planta, 3) micoparasitismo, a través del crecimiento quimiotrófico de Trichoderma, se adhiere y enrolla al patógeno, induce la producción de enzima líticas extracelulares (quitinasas, glucanasas y proteasas) que degradan la pared celular del microorganismo patógeno, e 4) inducción de resistencia, la activación de mecanismos de resistencia sistémica aceleran la respuesta frente a fitopatógenos al segregar proteínas con actividad enzimática (Companioni et al., 2019)

La evaluación in vitro es la vía principal para probar preliminarmente un organismo de control biológico. Se han realizado distintos ensayos de antagonismo con diversas especies de Trichoderma, por ejemplo se evaluó a T. asperellum contra Alternaria sp., mostrando un porcentaje de efectividad entre 50 y 93 % (Matas-Baca et al., 2022), y la evaluación in vivo del mismo antagonista (100 mL) en árboles de manzana, que mostró capacidad antagónica sobre el control (Madrid-Molina et al., 2023), se le atribuye su efectividad a la producción enzimática de glucanasas y quitinasas, que influyen en la respuesta de defensa contra Alternaria spp., degradando la pared celular (Infante et al., 2009; Camacho-Luna et al., 2021). En los últimos años se han realizado varias investigaciones enfocadas en el uso de agentes de control biológico para el control de una amplia diversidad de hongos fitopatógenos; no obstante, los estudios encausados en el control de Alternaria, aún son limitados (Cuadro 2).

Cuadro 2

Alternaria spp.	Microorganismo antagonista	Porcentaje de efectividad (%)	Referencia
Alternaria solani	Trichoderma harzianum	62.9-73.8	Michel-Aceves et al., 2008
A. solani	Trichoderma longibrachiatum	44.2-67.8	Michel-Aceves et al., 2008
A. solani	Trichoderma koningii	81.3	Michel-Aceves et al., 2008
A. alternata	Trichoderma asperellum	56-62	Rios-Velasco et al., 2016
A. alternata	Bacillus methylotrophicus	63	Rios-Velasco et al., 2016
A. alternata	Bacillus amyloliquefaciens	64	Rios-Velasco et al., 2016
A. alternata	Bacillus subtilis	38.2-71.9	Ruiz-Sánchez et al., 2016
A. alternata	Pseudomonas fluorescens	47	Rodríguez-Romero et al., 2019

Bacillus subtillis también es de las especies bacterianas más utilizadas como biocontroladoras de fitopatógenos, se ha probado el producto comercial Probacil® (1 X 108 de células por mL) en combinación con ácido salicílico sobre A. solani en plantas de tomate, como resultado se redujo la severidad de la enfermedad, aumentó el crecimiento de la plantas y se obtuvo mayor rendimiento en los frutos (Figura 2) (Espinosa-Vázquez et al., 2019); con B. atrophaeus, contra A. alternata, se muestra antagonismo in vitro y 33.7 % de germinación de esporas, mismo que se le atribuye a la presencia de lipopéptidos; esta cepa se comparó con Brevibacterium frigoritolerans, que no muestra inhibición suficiente; sin embargo, la germinación de conidios es tan solo del 12 % (Chacón-López et al., 2021).

Figura 3

La eficacia de los agentes de control biológico se debe a la diversidad de formas de acción de estos microorganismos, mismos que se ilustran en la Figura 3 (Martínez et al., 2013; Álvarez-García et al., 2020; Pedraza et al., 2020). No obstante, el uso de microorganismos es un proceso que demora tiempo para que actúen correctamente debido al tiempo de crecimiento de estos, ya que se requiere de productos de rápida acción para el control de los patógenos; además, el costo del control biológico es más elevado que el control químico u otro tipo de control, por lo que actualmente se está trabajando en la búsqueda de nuevas alternativas para el control de fitopatógenos.

Otras alternativas de control. Aunado al control biológico, se han explorado nuevas alternativas, como el uso de extractos de plantas, aceites esenciales o biopolímeros. En el caso de los biopolímeros, es un área con gran potencial y sus estudios aún están en ascenso; sin embargo, se ha demostrado que el quitosano posee actividad antifúngica, además, proporciona un aumento en la producción de peroxidasa, catalasa y fenilalanina amonio liasa que mejoran la defensa vegetal (Rodríguez-Guzmán et al., 2019) y en combinación con biocontroladores como P. fluorescens, inhibe hasta el 60.2 % del crecimiento micelial y 100 % de inhibición de germinación de los conidios (Rodríguez-Romero et al., 2019).

Extractos vegetales. Los extractos vegetales resultan ser una alternativa benéfica como método preventivo; el uso del extracto de acetona de chilemecate (Salmea scandens), a concentraciones de 4 000 y 5 000 ppm, ha tenido resultados prometedores in vitro y en frutos de tomate contra A. solani, esto se le atribuye ya que el extracto tiene la presencia de ácidos carboxílicos, aldehídos, cetonas y compuestos aromáticos, mismos que pueden fungir como antagonistas (Salas-Marina et al., 2021). El extracto etanólico de residuos de mamey (Pouteira sapota) también muestra efecto inhibitorio de hasta el 46.4 % sobre Alternaria spp. (Rodríguez-Romero y Martinez-Ramírez, 2023). El aceite esencial de tomillo (Thymus vulgaris) (1 000 ppm) presenta capacidad antifúngica in vitro contra A. citri, causante de pudrición en cítricos, se le atribuye su capacidad antagonista a que los compuestos del aceite esencial son borneol, timol y carvacrol (Soto et al., 2006).

La elaboración de productos eficientes de extractos contra fitopatógenos es una tarea complicada; sin embargo, la constante evaluación de diferentes extractos ha dado resultados prometedores contra fitopatógenos, además, son seguros para los consumidores y para el ambiente (Villa-Martinez et al., 2015), y, aunque resultan tener una buena efectividad, los bioplaguicidas requieren regulación de instituciones como la Secretaría de Salubridad y Asistencia (SSA) en coordinación con la Secretaría de Agricultura y Desarrollo (SADER) y Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales (SEMARNAT), ya que se debe emitir un permiso para su elaboración y fabricación.

Microalgas. El uso de las microalgas ha incrementado debido a su bajo costo, fácil producción y sus características; convierten el dióxido de carbono en biomasa, misma que es utilizada para la creación de alimentos para humanos y animales, cosméticos, biocombustibles, tratamiento de aguas residuales y como bioestimulante para plantas; entre los géneros con mayor importancia comercial se encuentran Chaetoceros, Chlorella, Dunaliella e Isochrysis (Ortiz- Moreno et al., 2019). En un estudio realizado por Schmid y colaboradores (2022), evaluaron diferentes microalgas contra diversos fitopatógenos, entre estos, A. alternata, las microalgas fueron Nannochloropsis sp., Phaeodactylum tricornutum, Scenedesmus obliquus, Chlorella vulgaris y Spirulina sp., y se determinó que únicamente la microalga P. tricornutum mostró capacidad antagonista de los hongos, con excepción de A. alternata.

Nanopartículas. Las nanopartículas poseen actividad antimicrobiana y antifúngica, lo que las convierte en nanoplaguicidas más eficientes que los plaguicidas tradicionales (Wang et al., 2017). Estas partículas pueden interactuar directamente con las membranas celulares de los patógenos vegetales, causando alteraciones estructurales. Debido a su reducido tamaño, son capaces de penetrar las paredes celulares de bacterias y hongos, generando despolarización de la membrana, pérdida del contenido celular interno y, finalmente, la lisis celular (Sirelkhatim et al., 2015). Este efecto se debe a la liberación gradual de iones de zinc (Zn²⁺) al disolverse las ZnO NPs en el entorno, los cuales interfieren con procesos enzimáticos esenciales, la síntesis proteica y la replicación del ADN, afectando gravemente a las células microbianas (Mishra et al., 2025).

Se ha evidenciado la aplicación de nanopartículas de zinc (ZnO); Mishra et al. (2025) reportaron que las nanopartículas de óxido de zinc micogénico (elaboradas con filtrado de cultivo de Trichoderma harzianum) inhibió el crecimiento micelial de Alternaria brassicae en un 91.48 % a 200 μg mL-1 en comparación con las nanopartículas de zinc sintetizadas químicamente a 200 μg mL-1 (79.62%) y Mancozeb al 02 % (82.96 %). Por otra parte, las nanopartículas de plata (AgNP) también tienen potencial en la actividad antifúngica, Ansari et al. (2023) sugieren que las nanopartículas de plata tienen potencial para mejorar el crecimiento y rendimiento de plantas de tomate y a su vez brinda protección contra Alternaria solani.

Por otro lado, Cerna-Chavez et al. (2024) evaluaron in vitro el efecto inhibitorio de nanopartículas de dióxido de silicio (NPs SiO2) y grafeno (NPs-Graf) mezcladas con extractos de Bacillus amyloliquefaciens (EcBa) sobre el desarrollo micelial y formación de estructuras reproductivas de A. alternata; el tratamiento con nanopartículas de silicio presentó mejor efecto inhibitorio ya que logró inhibir el crecimiento micelial y disminuyó la producción de esporas y esclerocios de 84 hasta 100 %.

En México existen escasos estudios sobre el uso de nanopartículas contra especies de Alternaria. Hernández-López et al. (2018) desarrollaron nanopartículas de quitosano con α- pineno (P-CSNP) y un recubrimiento comestible nanoestructurado (EC-PCSNP) y evaluaron estas nanopartículas en pimiento morrón (Capsicum annuum) inoculado con A. alternata en refrigeración para evaluar su calidad poscosecha; observaron que la aplicación de nanopartículas de quitosano previno la incidencia y la severidad del fitopatógeno durante 21 días de almacenamiento.