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PorCandelario Ortega Acosta, Reyna Isabel Rojas Martínez*, Daniel L Ochoa Martínez, Manuel Silva Valenzuela
Recibido: 02/octubre/2023 – Publicado: 06/marzo/2024
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2310-2
Resumen Antecedentes/Objetivo. Los fitoplasmas son patógenos obligados de plantas, tienen una fuerte especificidad con sus hospedantes, los síntomas típicos inducidos por estos patógenos incluyen reducción de crecimiento y declinamiento generalizado, entre otros, y rara vez ocasionan muerte de la planta. El objetivo de esta investigación fue determinar el fitoplasma asociado al síntoma de ‘escoba de bruja’ en un cactus ornamental (Opuntia sp.).
Materiales y Métodos. En cuatro viveros comerciales en Texcoco, Estado de México, se tomaron cuatro muestras de cactus ornamental con síntomas de ‘escoba de bruja’. Se realizó extracción de ADN de las muestras y se sometieron a PCR con iniciadores específicos para fitoplasmas (P1/P7 y R16F2n/R16R2). La determinación del fitoplasma en estudio se realizó por PCR, RFLP in vitro, secuenciación y análisis filogenético.
Resultados. De acuerdo con los diferentes análisis que se realizaron, se determinó que el fitoplasma asociado al nopal ornamental pertenece al subgrupo 16SrII-C.
Conclusión. Con base en los resultados obtenidos, se establece que un fitoplasma del subgrupo16SrII-C está asociado con el síntoma de ‘escoba de bruja’ del cactus ornamental (Opuntia sp.).
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Figura 1. A) Amplificaciones de ADNr 16S de fitoplasmas obtenidos con los iniciadores R16F2n/R16R2. Carril M; Marcador molecular 100 pb, carril +; ADN proveniente de Dimorphotheca sinuata infectada con “Candidatus Phytoplasma asteris” (16SrI-B), carril -; Control negativo, PCR sin templete, carril 1-4; muestras de nopal (Opuntia sp.) con síntoma de ‘escoba de bruja’, proveniente de viveros ubicados en Texcoco, Estado De México; B-C) Síntomas de “escoba de bruja” en nopal ornamental.
Figura 2. Análisis RFLP del ADNr 16S de fitoplasmas amplificado con los iniciadores R16F2n/R16R2 y digeridos con cinco enzimas de restricción: EcoRI, HaeIII, KpnI, MseI y RsaI M: marcador molecular 100 pb (Promega, USA); A) Control positivo ‘Candidatus Phytoplasma asteris’ (I-B); B) Muestra sintomática de nopal de este estudio (Número de acceso: 0N413680); C) Patrones de restricción in silico, generados a partir de las secuencias del gen DNAr 16S del Cactus witches’-broom phytoplasma 16SrII-C (Número de acceso: AJ293216.2) de los sitios de reconocimiento de 17 enzimas de restricción.
Cuadro 1. Árbol filogenético construido por el método de neighbor-joining con secuencias del ADNr 16S depositadas en el Banco de Genes, se muestra la relación entre los fitoplasmas del grupo 16SrI y 16SrII con el fitoplasmas que induce ‘escoba de bruja’ en nopal (Opuntia sp.) (Número de acceso: 0N413680.1). La barra indica el número de sustituciones por nucleótidos
PorLorena Uribe Lorío*, Lidieth Uribe, César Rodríguez, Luis Felipe Aráuz
Recibido: 26/mayo/2023 – Publicado: 26/febrero/2024
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2305-5
Resumen Antecedentes/Objetivo. El objetivo de este estudio fue evaluar la diversidad y resistencia a antibióticos de uso agrícola en bacterias aisladas de 19 cultivos con síntomas de infecciones bacterianas.
Materiales y Métodos. La colección de 116 bacterias se identificó mediante secuenciación del gen ARN 16Sr y el sistema Biolog, y se determinó la susceptibilidad y concentración mínima inhibitoria de la estreptomicina, tetraciclina y gentamicina utilizando la prueba de difusión en disco y E-test, respectivamente.
Resultados. Se identificaron 55 especies pertenecientes a 20 géneros bacterianos, destacando Pseudomonas, Serratia, Pantoea y Stenotrophomonas como los más abundantes. El 27 % de los aislamientos fue categorizado como patogénico mediante Reacción hipersensible, entre ellos los fitopatógenos Pseudomonas syringae, P. cichorii, Pantoea anthophila y P. stewartii, Stenotrophomonas maltophilia, Dickeya oryzae, Erwinia billingiae, Pectobacterium aroidearum, y Enterobacter cloacae subsp. dissolvens. Se observó resistencia a al menos un antibiótico en el 60 % de los aislamientos provenientes de 17 cultivos, aunque el tomate, palmito y lechuga presentaron la mayor proporción de bacterias resistentes (> 80 %). La resistencia a estreptomicina fue la más frecuente (35 %), seguida por tetraciclina (28 %) y gentamicina (9 %). Conclusiones. Los resultados muestran resistencia en bacterias saprófitas y patógenas asociadas a 17 de 19 cultivos evaluados, lo cual constituye un riesgo ambiental, fitosanitario y de salud pública
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Cuadro 3. Géneros bacterianos identificados y frecuencia de bacterias resistentes a los antibióticos Estreptomicina (Estr), Tetraciclina (Tetra) y Gentamicina (Gent).
Figura 1. Síntomas de infección bacteriana de los que fueron aisladas las bacterias de la colección analizada en este estudio. A. Mancha de la hoja en Lechuga Boston, B. Pudrición blanda en Lechuga Iceberg, C. mancha necrótica en Jitomate. D. Pudrición blanda en Apio. E. Pudrición blanda en Chile dulce. F. Pudrición blanda en Dracaena. G. Pudrición blanda en Zapallo. H. Necrosis angular en Repollo. L. Mancha del fruto en Mango
Figura 2. Cladograma construido con el método del vecino más cercano a partir de 70 secuencias parciales del gen ARNr 16S de bacterias aisladas de lesiones en plantas y secuencias de cepas de referencia. Se evaluó la topología del árbol realizando 1 000 remuestreos y se utilizó la secuencia de Bacillus subtilis como grupo externo. Los símbolos en el exterior del árbol indican los aislamientos clasificados como resistentes a Estreptomicina, Tetraciclina y Gentamicina y sus combinaciones (círculos) y aquellos con Reacción hipersensible positiva (triángulos)
Figura 3. A. Halos que demuestran la sensibilidad a los antibióticos en discos (Oxoid) de gentamicina y tetraciclina y resistencia a estreptomicina (ausencia de halo) en la prueba de difusión en disco Kirby Bauer. B. Bacteria con una CMI de 0.25 μg mL-1 para gentamicina, determinada por el método epsilométrico (E-test). C. Bacteria con una CMI de 32 μg mL-1 para el mismo antibiótico
Figura 4. Proporción de bacterias resistentes (CMI ≥ 12 μg mL-1) a los bactericidas Estreptomicina (Estr), Tetraciclina (Tet) y Gentamicina (Gent) y sus combinaciones en los hospederos analizados que presentaron más de un aislamiento
Cuadro 1. Diversidad y resistencia a antibióticos en bacterias asociadas a síntomas de infección bacteriana en cultivos de Costa Rica
Cuadro 2. Identificación y niveles de resistencia a estreptomicina, tetraciclina y gentamicina de aislamientos bacterianos pertenecientes a la colección de bacterias asociadas a síntomas de infección en cultivos colectados de 2006-2009 en Costa Rica
PorMaría José Armenta Rojas, Norma Ávila Alistac, María del Carmen Zúñiga Romano, Gerardo Acevedo Sánchez, Alfonso Muñoz Alcalá, Rene Gómez Mercado, Juan José Coria Contreras, Diana Gutiérrez Esquivel, Serafín Cruz Izquierdo, Ivonne García González, Oscar Bibiano Nava, Gustavo Mora Aguilera*
Recibido: 30/octubre/2023 – Publicado: 12/febrero/2024
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2310-7
Resumen Introducción/Objetivo. El frijol Ayocote (Phaseolus coccineus) tiene potencial como fuente de resistencia en programas de fitomejoramiento al exhibir mayor tolerancia a fitopatógenos que P. vulgaris. Sin embargo, su caracterización sanitaria es insipiente por lo que este trabajo tuvo como propósito realizar un diagnóstico etiológico-epidemiológico, con énfasis en síntomas presuntivos a organismos virales y fitoplásmicos, y a signos fungosos típicos de cenicilla polvosa.
Materiales y Métodos. Se seleccionó una parcela (50 x 62 m) de frijol Ayocote en floración. Se dividió en 80 (8 x 10) cuadrantes (6 x 6 m) y 720 subcuadrantes (2 x 2 m). A partir de 25 plantas con síntomas foliares tipo cenicilla se colectó micelio con cinta adhesiva para observación en microscopia de luz e identificación taxonómica. Se realizaron mediciones longitud-ancho en 60 conidios. Micelio puro colectado in situ y ex situ de 1-5 foliolos / planta se empleó para análisis genómico mediante PCR con iniciadores universales ITS1 e ITS4. Las muestras se secuenciaron con Macrogen Inc. Corea. Un total de 63 plantas y 121 hojas-trifoliadas con síntomas tipo viral y fitoplásmico se colectaron mediante muestreo dirigido. En 88/121 muestras se realizó análisis genómico mediante PCR con iniciadores universales para Potyvirus (1), Begomovirus (2) y Fitoplasmas (1). La edición y análisis de secuencias se realizó en SeqAssem y BLASTn/GenBank. Construcciones filogenéticas se realizaron en Mega 11 con MUSCLE, Máxima verosimilitud (ML) y modelo de sustitución HKY (1000-Bootstrap). Severidad putativa a cenicilla (%), daño en flor (%), adultos de Macrodactylus sp. y vigor de planta (%) se evaluaron en 80 cuadrantes (3subcuadrantes/cuadrante) con App-Monitor®v1.1 configurada con escala de 5-clases. En GoldenSurfer® v10, se realizó análisis geoestadístico Kriging para determinar la interrelación espacial entre estas variables.
Resultados. Se identificó a Erysiphe vignae asociado a cenicilla de P. coccineus. El hongo, con conidios hialinos, ovoides a elipsoides de 31.74 ± 0.3419 μm x 15.11 ± 0.1579 μm, sin presencia de cuerpos de fibrosina, tuvo homología genómica del 100 %. Este constituye el primer reporte en México. Con temperatura y humedad relativa promedio julio-agosto de 16.3 °C (±5.8) y 92.8 % (±10.7), respectivamente, la cenicilla exhibió incidencia y severidad foliar de 65.3 y 22.7 % (±16.9, rango: 0 – 66.5 %), respectivamente. El foco más inductivo (60–80 % severidad) tuvo un patrón agregado de 4-cuadrantes (96 m2, lag = 4 y σ2-s = 450). La dispersión de inóculo se asoció significativamente con vientos dominantes Norte-Sur y con vigor de planta (lag = 4 y σ2-s = 470). Daño en flor no fue conclusivo en su asociación espacial con cenicilla y Macrodactylus sp., sugiriendo eventos no correlacionados. No se detectaron Potyvirus, Begomovirus o Fitoplasmas asociados a presuntivos síntomas tipo amarillamiento, distorsión foliar, mosaico, acortamiento de entrenudos, y otros observados in situ. Esto confirma la relativa tolerancia/resistencia reportada para P. coccineus.
Conclusión. Se reporta por primera vez en México a E. vignae (Erysiphales: Erysiphaceae) asociado a P. coccineus con niveles epidémicos de moderado a intenso, lo cual indica su condición susceptible a este hongo. Sin embargo, resultados negativos a Potyvirus, Begomovirus y Fitoplasmas, validan la aparente tolerancia/ resistencia de P. coccineus a estos organismos
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Figura 1. Muestreo para identificar y evaluar intensidad de síntomas fungosos, putativos virales/fitoplásmicos, y entomológicos en Phaseolus coccineus. A. Imagen de 13mpx 50m con drone Phantom 3 DJI®, muestra la cuadrantización de la parcela experimental. En líneas amarillas cuadrantes de 6x6 m, y en blanco subcuadrantes de 2x2 m. Asteriscos indican subcuadrantes/cuadrante seleccionados aleatoriamente; B. Instalación grid para delimitación de cuadrantes en campo; C. Selección de subcuadrante colocando marco de madera 1x1 m para referencia de evaluación; D. Síntomas de mosaico punteado (izquierda) y aclaramiento de nervaduras (derecha), putativos a virosis. Plantas marcadas con estacas para trazabilidad; E. Amarillamiento generalizado con reducción de crecimiento (izquierda), mosaico con deformación foliar (derecha) presuntivamente viral; F. Síntoma foliar con signo micelial fungoso blanquecino putativo a cenicilla; G. Haz de foliolo con signo micelial blanquecino. H. Macrodactylus sp. adultos, y color-morfología floral de P. coccineus. Notar en algunos pétalos manchas pequeñas blanquecinas (ver flechas).
Figura 2. Identificación morfológica y genómica de la cenicilla en frijol Ayocote (Phaseolus coccineus). A. conidios hialinos, ovoides a elipsoides; B-C. conidióforos cilíndricos y erectos; D-F. conidios en germinación; G. Amplificación de la región espaciadora interna transcrita (ITS) del ADN ribosómico nuclear (~500 pb) de cinco muestras de ADN de cenicilla (1-5), dos controles positivos de PCR (+) pertenecientes a la región ITS del género Alternaria y Fusarium, marcador de peso molecular (M) de 1 kb plus Invitrogen y control negativo de PCR (-); H. árbol filogenético realizado por Máxima verosimilitud (ML) y el modelo de sustitución Hasegawa-Kishino-Yano con 1000 replicaciones Bootstrap, basado en la región ITS de secuencias de hongos pertenecientes al género Erysiphe (Cuadro 2). Las secuencias de estudio son: FAC6, FAC7, FAC8 y FAC9 (punto rojo). Se incluyó a Oidium sp. (número de accesión: EU377475) como grupo externo
Figura 3. Síntomas en campo presuntivos a infección por fitoplasma en frijol Ayocote (Phaseolus coccineus). A. Síntomas putativos a fitoplasmas. Incluye deformación foliar, coloración café o violeta, con evidente coloración violáceas en nervaduras del envés de hojas jóvenes, achaparramiento, ligero amarillamiento foliar B. Ejemplo de seis hojas trifoliadas con síntomas presuntivos a fitoplasmas incluidas en diagnóstico PCR; C. Electroforesis en gel de agarosa de 24 muestras procesadas por PCR anidado. Únicamente los testigos positivos amplificaron por PCR
Figura 4. Mapas de contorno geoestadístico Kriging y variogramas gráficos de variables fitosanitarias y vigor en frijol Ayocote. A. Severidad de cenicilla, B. Daño en flor, C. Densidad de frailecillo (Macrodactylus sp.) y, D. Vigor de planta. Para el análisis de frailecillos se obtuvo la suma de tres subcuadrantes analizados por cuadrante. Para el análisis de severidad de cenicilla, daño de flor, y vigor de planta se consideró el daño máximo obtenido por cuadrante. Variogramas omnidireccionales se obtuvieron por el método esférico. Eje X = lag de distancia en cuadrantes y Y = la varianza (σ2)
Cuadro 1. Iniciadores, secuencias y tamaño de amplicon para la identificación genómica de Potyvirus, Begomovirus, Fitoplasmas y microorganismos eucariontes en plantas de P. coccineus con signos de hongo tipo cenicilla, y síntomas putativos a virus y fitoplasma
Cuadro 2. Secuencias obtenidas del banco de genes NCBI utilizadas para generar la estructura filogenética y comparar con secuencias de amplicones obtenidos de cuatro muestras del hongo tipo cenicilla presente en plantas de P. coccineus.
PorMauricio Montero Astúa*, Izayana Sandoval Carvajal, Lisela Moreira Carmona, William Villalobos Muller, Laura Garita Salazar, Sofía Carvajal Rojas
Recibido: 30/julio/2023 – Publicado: 30/diciembre/2023
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2023-3
Resumen Antecedentes/Objetivo. Las hojas del arbusto de chaya (Cnidoscolus aconitifolius) o árbol espinaca, o chicasquil (en Costa Rica), son parte de la tradición culinaria Mesoamericana, con origen en el sur de México y Guatemala. El objetivo de este trabajo fue verificar la naturaleza viral de la enfermedad de una planta de chaya con mosaico detectada e identificar la especie del virus.
Materiales y Métodos. La detección viral se realizó mediante TEM, RT-PCR y secuenciación parcial empleando imprimadores degenerados para potexvirus. Se realizaron pruebas de patogenicidad mediante inoculaciones mecánicas empleando plantas de Nicotiana benthamiana y de chaya.
Resultados. Se reporta la detección del CsCMV en una planta de chaya con síntomas de mosaico. La patogenicidad y asociación del virus con los síntomas se demostraron mediante su inoculación en Nicotiana benthamiana y en plantas de chaya. Nuestra hipótesis es que corresponde a una introducción reciente del virus y se discute cómo las tradiciones culturales influyen en la distribución de los virus de plantas.
Conclusión. Los hallazgos confirman la presencia de un virus relacionado al CsCMV, previamente no informado para Costa Rica, en Cnidoscolus aconitifolius. En este trabajo resaltan la necesidad de estudiar su distribución y diversidad a través de Latinoamérica
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Figura 1. Muestra de chaya (Cnidoscolus aconitifolius) 20.222, tentativamente var. ‘Estrella’, con síntomas de
Figura 2. Observaciones por microscopia electrónica de transmisión de tejido foliar de chaya (Cnidoscolus aconitifolius) con síntomas de mosaico detectada en Costa Rica. Daño observado en los cloroplastos (ch), con pérdida de su forma típica y de los tilacoides, además de una inclusión bandeada (IB), como las asociadas con potexvirus (A). Detalle de la IB (B). N: núcleo, V: vacuola
Figura 3. Phylogenetic analysis of partial replicase ORF (618 nucleotides) of Cassava common mosaic virus (CsCMV). Gray shaded isolates from chaya (Cnidoscolus aconitifolius) host; black shaded the Costa Rica chaya isolate, and in bold the sequence of CsCMV in cassava (Manihot esculenta) reported as from Costa Rica. Virus isolates codes: GenBank accession number, isolate identification and three-letter country codes. Maximum likelihood analysis with Tamura-Nei and Gamma distribution model with 2000 replications (bootstrap method) in MEGA X
Cuadro 1. Chaya (Cnidoscolus aconitifolius) samples evaluated for viral symptoms and sources of stem cuttings
PorErika J Zamora Macorra, Katia Aviña Padilla*, Rosemarie W Hammond, Daniel L Ochoa Martínez
Recibido: 23/agosto/2023 – Publicado: 23/diciembre/2023
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2023-5
Resumen Antecedentes/Objetivo. El virus del fruto rugoso marrón del jitomate (ToBRFV) ha surgido como una amenaza significativa para los cultivos de la familia Solanaceae, incluidos el tomate y el pimiento. Su presencia en México desde 2018 ha generado preocupación sobre su impacto en la producción agrícola. La detección temprana y precisa de este patógeno es crucial para prevenir su propagación y mitigar sus efectos. En México, se emplean varias técnicas moleculares para su diagnóstico, incluyendo RT-PCR convencional, RT-qPCR y RT-qPCR multiplex.
Materiales y Métodos: El objetivo de esta investigación fue evaluar la eficiencia de diferentes métodos de extracción de ARN en combinación con oligonucléotidos PCR específicos para la detección de ToBRFV.
Resultados. Entre los métodos probados, el protocolo de extracción de ARN CTAB-Trizol combinado con PCR anidada utilizando oligonucleótidos reportados por Dovas et al. (2004) se identificó como el método molecular más sensible para detectar el virus.
Conclusión. Este hallazgo destaca la importancia de seleccionar la combinación adecuada de protocolos de extracción y amplificación para lograr la sensibilidad y precisión óptimas en la detección de ToBRFV. Palabras clave: Virus del fruto rugoso marrón del jitomate, ToBRFV, cultivos de Solanaceae, extracción de ARN, RT-PCR, detección molecular, producción agrícola.
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Figura 1. A-C) En plantas de jitomate saladette recolectadas en invernaderos, se observaron síntomas evidentes de mosaico, deformación foliar y estrechamiento de las hojas. Estas plantas dieron positivo para el virus del fruto rugoso marrón del jitomate (ToBRFV). D-E) Las observaciones visuales en hojas inoculadas de Nicotiana revelaron la presencia de lesiones cloróticas y necróticas localizadas causadas por la infección con ToBRFV. Las plantas utilizadas para el estudio y que resultaron positivas al virus provinieron de Tecomán, Colima, México.
Figura 2. La evaluación de los métodos de extracción de ARN total implicó la comparación de su eficacia y rendimiento, medidos a través de lecturas de absorbancia en un espectrofotómetro Nanodrop 2000®. De los métodos probados, que incluyeron Trizol®, CTAB 2 % y CTAB 2 %-Trizol®, el protocolo CTAB 2 %-Trizol® demostró producir la concentración más elevada de ARN total, mientras que el kit de aislamiento de ARN resultó en la concentración más baja. Estos datos fueron registrados mediante mediciones de absorbancia a longitudes de onda de 260/280 y 260/230. El Nanodrop 2000® se utilizó para cuantificar la concentración de ARN extraído y evaluar su calidad a través de estas relaciones de absorbancia. Los resultados señalan que el protocolo CTAB 2 %-Trizol® fue especialmente efectivo en la extracción de ARN de alta calidad de las muestras de plantas, lo que lo convierte en una opción adecuada para análisis moleculares posteriores
Figura 3. Evaluación y sensibilidad de los oligonucleótidos PCR. Análisis electroforético en geles de agarosa al 1.5 % de los productos de RT-PCR y RT-PCR anidada (tamaño esperado de los oligonucleótidos de Ling 842 pb; tamaño esperado de los oligonucleótidos de Rodríguez-Mendoza 475 pb; tamaño esperado de los oligonucleótidos de Dovas 400 pb). (-): agua esterilizada en lugar de ARN. 100pb= 100pb DNA Ladder (Invitrogen®). 1Kb= 1000 pb DNA ladder (Promega®). 10-3 y 10-4 = 0.001 y 0.0001 ng μL-1
Cuadro 1. Oligonucleótidos probados en este estudio para la detección del ToBRFV en jitomate, tomatillo y berenjena
Cuadro 2. Comparación de referencias de oligonucleótidos, fuentes vegetales y límites de detección de ARN en la fuente de material vegetal infectado.
PorCarlos D Ramos Villanueva, Guadalupe Carrillo Benitez, Erika J Zamora Macorra*, Eduardo Santiago Elena, Samuel Ramírez Alarcón, Jezrael Jimenez Vidals, Ricardo Ricardo López
Recibido: 31/julio/2023 – Publicado: 19/diciembre/2023
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2023-1
Resumen Antecedentes y objetivo: El Tomato brown rugose fruit virus (ToBRFV) es uno de los principales patógenos del cultivo de jitomate en México. A pesar de los esfuerzos para evitarlo, es casi imposible por el bajo porcentaje de transmisión que tiene en semilla y la gran facilidad para ser transmitido mediante las labores culturales; por lo tanto, se buscan alternativas de manejo. Esta investigación tuvo como objetivo determinar el efecto de microorganismos endófitos aplicados al suelo, en plantas de jitomate infectadas por el ToBRFV.
Materiales y Métodos. Se utilizó una planta de jitomate como unidad experimental, con 13 repeticiones por tratamiento. Los tratamientos en plantas de jitomate infectadas con ToBRFV fueron Beauveria peruviencis, Trichoderma longibrachiatum, Pseudomonas sp. y agua como testigo enfermo; también se incluyó un tratamiento de plantas sanas tratadas con agua como testigo absoluto. Las variables respuesta fueron altura de la planta, peso fresco de la parte aérea y de la raíz y severidad (dos evaluaciones). Las mediciones se analizaron mediante pruebas HSD de Tukey-Kramer por cada par.
Resultados. Se encontraron diferencias significativas entre tratamientos: Beauveria peruviencis, Trichoderma longibrachiatum, Pseudomonas sp. y agua como testigo enfermo. El tratamiento que favoreció el desarrollo de las plantas infectadas (79 % más altas y 15 % con más peso que el testigo infectado) y disminuyó su severidad fue B. peruviencis, seguido de Pseudomonas sp. El tratamiento que provocó menor desarrollo de la planta (31% menos que el testigo infectado) e inclusive aumentó la severidad fue T. longichrachiatum
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Figura 1. A: plantas enfermas con ToBRFV a las que se les aplicó diferentes microorganismos y el testigo enfermo al que se le aplicó solo agua. B: plantas sanas, utilizadas como testigo. C: comparación entre plantas enfermas con ToBRFV tratadas con diferentes microorganismos y D: síntomas ocasionados por el ToBRFV, donde se observa el mosaico en hojas a los 20 días después de la inoculación (ddi) y la deformación de brotes a los 35 ddi.
Figura 2. Media de las variables respuesta, obtenidas al finalizar el experimento, por cada tratamiento aplicado en las plantas de jitomate infectadas con ToBRFV (enfermas) y sanas
Cuadro 1. Comparación de medias de las variables respuesta (altura, severidad y peso de planta de jitomate) registradas por cada tratamiento evaluado, y letras de unión generadas mediante la prueba HSD de Tukey-Kramer
PorErika Janet Zamora Macorra, Norma Ávila Alistac*, Erika Lagunes Fortiz, Sergio de los Santos Villalobos
Recibido: 30/agosto/2023 – Publicado: 28/diciembre/2023
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2023-7
Resumen Los virus y viroides causan diversas enfermedades en jitomate (Solanum lycopersicum) en el mundo, generando pérdidas económicas importantes. Se han asociado alrededor de 312 virus y siete viroides, de los cuales más de 28 están presentes en México. Es necesaria la búsqueda de alternativas de manejo de estos fipatógenos, ya que la clásica eliminación de las primeras sintomáticas genera pérdidas de rendimiento, aunado a ello, la dificultad de evitar su diseminación. Por ello, el uso de rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (RPCV), puede ser una alternativa efectiva para el manejo de virus y viroides. Los géneros Pseudomonas, Bacillus, Azospirillum, Anabena y Stenotrophomonas, se han implementado contra virus reportados en jitomate: Cucumber mosaic virus (CMV), Tobacco mosaic virus (TMV), Tomato chlorotic spot virus (TCSV), Tomato mottle virus (ToMoV), Tomato spotted wilt virus (TSWV), Tomato yellow leaf curl virus (TYLCV), Potato virus Y (PVY), Groundnut bud necrosis virus (GBNV), con beneficios en la disminución de incidencia y severidad hasta un 80 % y un aumento de rendimiento superior al 40 %. En México solo se ha utilizado Bacillus. Se vislumbra que el uso de RPCV es una estrategía que podría mitigar el impacto de enfermedades virales y viroidales, que se puede integrar a un manejo integrado.
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Figura 1. Estados de la República Mexicana donde se detectaron virus y viroides en jitomate (Ver Cuadro 1)
Figura 2. Principales formas de transmisión de los virus y viroides en jitomate. A) Transmisión por semilla; B) Transmisión mecánica, por uso de herramientas de trabajo, manipulación de las plantas; C) Transmisión por insectos vectores.
Figura 3. Síntomas asociados a virus y viroides en jitomate. A y B) Mosaico, reducción foliar, y deformación foliar leve y severa asociado a Tomato brown rugose fruit virus; C y D) Achaparramiento, deformación de frutos y coloración púrpura en hojas ocasionados por Mexican papita viroid; E) Síntoma de mosaico amarillento asociados a Pepino mosaic virus; F) Síntomas de achaparramiento, deformación y mosaico severo asociado a Begomovirus; G y H) Síntomas de anillos concéntricos y ligera deformación en fruto asociado a Tomato spotted wilt virus; I) Mosaico en hojas ocasionado por Tobacco mosaic virus.
Figura 4. Formas de aplicación y mecanismos de acción de rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (RPCV) usadas para proteger al jitomate de infecciones virales
Cuadro 1. Principales virus reportados en jitomate (Solanum lycopersicum) en México y el mundo.
Cuadro 2. Viroides que afectan al jitomate (Solanum lycopersicum) en el mundo.
Cuadro 3. Especies de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal usadas para manejo de virus en jitomate.
PorRubén Félix Gastélum, Gabriel Herrera Rodríguez, Karla Yeriana Leyva Madrigal, Guadalupe Arlene Mora Romero
Recibido: 31/julio/2023 – Publicado: 28/diciembre/2023
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2023-4
Resumen Se abordan especies de arvenses y ruderales de las familias Cucurbitaceae, Solanaceae en el norte de Sinaloa, como potenciales fuentes de inóculo para el desarrollo del Tomato apex necrosis virus (ToANV), Zucchini yellow mosaic virus (ZYMV), Watermelon mosaic virus (WMV), (Papaya ring spot virus (PRSV-W) y (Cucumber mosaic virus (CMV). Se hace referencia al girasol silvestre como potencial fuente de inóculo para la cenicilla (Golovinomyces spadiceus); se incluyen también el tabaquillo para el tizón foliar (Alternaria spp.), el chichiquelite para la mancha de la hoja (Curvularia moehlemvekiae), el zacate Johnson para el tizón foliar (Alternaria sp.), la higuerilla silvestre para el tizón foliar y el meloncillo silvestre para el mildiú (Pseudoperonospora cubensis). Se proponen líneas futuras de investigación multidisciplinarias enfocadas a la determinación de la patogenicidad en plantas cultivadas de virus y hongos asociados a plantas silvestres y viceversa. También se deberá estudiar la distribución espacio-temporal de plantas silvestres que pue den fungir como fuentes de inóculo, así como la de potenciales insectos vectores de enfermedades virales. La implementación de herramientas moleculares modernas, como la Secuenciación de Alto Rendimiento, para la detección de fitopatógenos es importante. Todo esto contribuirá a la aplicación de estrategias amigables con el ambiente para el control de las enfermedades en cultivos agrícolas en Sinaloa, en beneficio de los productores de hortalizas.
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Figura 1. Síntomas inducidos por Tomato apex necrosis virus (ToANV). A) Necrosis de rama joven en jitomate; B) Necrosis en frutos de jitomate; C) clorosis intervenal en planta de tomatillo; D) Amarillamiento en brotes jóvenes de tomatillo silvestre (Physallis sp.); E) Amarillamiento leve y deformación de síntomas iniciales en chichiquelite (Solanum nigrum); F) Síntomas iniciales de clorosis intervenal; G) Clorosis intensa y enverdecimiento de nervaduras en hojas de tabacón (Nicotiana glauca); H) Amarillamiento general en mala mujer (Solanum asureum)
Figura 2. Síntomas inducidos por el virus Zucchini yellows mosaic virus (ZYMV). A) Amarillamiento en hoja de calabaza Zucchini grey; B) Síntomas de deformación de fruto del mismo hospedante causado por el mismo virus
Figura 3. Diferentes síntomas asociados a hongos en plantas silvestres. A) Lesiones de color café claro a oscuro y atizonamiento de la vaina de la hoja en plantas de zacate Johnson (Sorghum halepense), causadas por Curvularia muehlenbeckiae; B) Lesiones color café claro con círculos concéntricos en tabacón (Nicotiana glauca) causadas por Alternaria sp.; C) Síntomas de manchas foliares color café oscuro con anillos concéntricos causados por Alternaria sp. aislada de tabaco silvestre; D) Cenicilla causados por Golovinomyces spadiceos en hoja de girasol silvestre (Helianthus annus); E) Manchas irregulares y circulares café claro y márgenes de las hojas con atizonamiento causado por Alternaria riccini en hoja de higuerilla silvestre (Ricinus comunis) F) Síntomas de mildiú causados por Pseudoperonospora cubensis en meloncillo silvestre (Cucumis melo var. Dudaim)
Cuadro 1. Virus causantes de enfermedades en cucurbitáceas y en jitomate presentes en Sinaloa y otras regiones del mundo
PorDulce Jazmín Hernández Melchor, Ronald Ferrera Cerrato, Clemente de Jesús García Ávila, Alejandro Alarcón*
Recibido: 09/julio/2023 – Publicado: 29/diciembre/2023
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2307-2
Resumen Antecedentes/Objetivo. Fusarium tiene la capacidad de producir enzimas hidrolíticas de interés en la industria de los alimentos o alcohólica para descomponer compuestos orgánicos naturales. Este trabajo estudió la capacidad de Fusarium oxysporum f.sp. cubense raza 1 (FocR1) para producir enzimas celulasas y Quitinasas en cultivo sumergido utilizando diferentes fuentes de carbono.
Materiales y Métodos. Cinco cepas de FocR1 (CNRF-MIC17188, CNRFMIC17189, CNRF-MIC17190, CNRF-MIC17191, y CNRF-MIC17192) se utilizaron en cultivo sumergido para la degradación de tres sustratos [papel filtro, papel periódico, y Quitina (Sigma®)], evaluando la velocidad de crecimiento radial (VCr) y la actividad enzimática cuantitativa (FPase, CMCase y Quitinasa).
Resultados. La VCr en las cinco cepas de FocR1 osciló en un rango de 0.043 a 0.051 cm h-1. A los días 7 y 14, las cinco cepas de FocR1 produjeron celulasas y Quitinasas al utilizar los tres sustratos. De acuerdo con el análisis estadístico, las cepas CNRF-MIC17191 y CNRF-MIC17192 presentaron los mejores resultados de actividades enzimáticas. Conclusiones. Las cinco cepas de FocR1 pueden utilizarse como una fuente comercial de celulasas y Quitinasas, así como ser candidatas potenciales para bioconvertir complejas fuentes de carbono para su futuro aprovechamiento en procesos industriales.
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Figura 1. Tasa de crecimiento radial (TCR) de cepas de Fusarium oxysporum f.sp. cubense Raza 1 (FocR1) en un medio PDA, a las 192 h. Letras diferentes en las barras son significativamente diferentes (Tukey; p≤0.05). Medias ± error estándar, n=3.
Figura 2. Actividad enzimática cuantitativa de cinco cepas de Fusarium oxysporum f.sp. cubense Raza 1 (FocR1) usando papel periódico como sustrato, a los 7 y 14 días. A) Actividad celulasa (FPase). B) Carboximetil celulasa (CMCasa), y C) Actividad Quitinasa. Letras diferentes sobre las barras en las tres gráficas, son significativamente diferentes (Tukey; p≤0.05). Medias ± error estándar, n=3
Figura 3. Actividad enzimática cuantitativa como cinco cepas de Fusarium oxysporum f.sp. cubense Raza 1 (FocR1) usando papel de filtro como sustrato, a los 7 y 14 days. A) Actividad celulasa (FPase). B) Carboximetil celulasa (CMCase), y C) Actividad de Quitinasa. Letras diferentes sobre las barras en las tres gráficas, son significativamente diferentes (Tukey; p≤0.05). Medias ± error estándar, n=3
Figura 4. Actividad enzimática cuantitativa de cinco cepas de Fusarium oxysporum f.sp. cubense Raza 1 (FocR1) usando Quitina como sustrato, a los 7 y 14 días. A) Actividad celulasa (FPase). B) Carboximetil celulasa (CMCase), y C) Actividad Quitinasa. Letras diferentes sobre las barras en las tres gráficas, son significativamente diferentes (Tukey; p≤0.05). Medias ± error estándar, n=3.
Escala diagramática para cuantificar la severidad de mancha café en el cultivo de haba
PorErnesto Alonso López Reyes, Álvaro Castañeda Vildózola*, Jesús Ricardo Sánchez Pale, Alejandra Contreras Rendón, Juyma Mayvé Fragoso Benhumea, Rómulo García Velasco
Recibido: 15/septiembre/2022 – Publicado: 26/diciembre/2023
DOI: https://doi.org/10.18781/R.MEX.FIT.2209-4
Resumen Antecedentes/Objetivo. El objetivo de esta investigación fue diseñar y validar una escala diagramática de severidad de la mancha café en haba.
Materiales y Métodos: En tres plantaciones comerciales, se recolectaron 120 foliolos con diferente nivel de daño de mancha café, realizando una selección visual a partir de la sintomatología. Se digitalizaron 60 foliolos para evaluarse con el software APS PRESS ©Assess 2.0 y determinar el valor de la severidad real de cada foliolo.
Resultados. Los valores de severidad permitieron generar una escala diagramática conformada por seis clases diferentes 0(0.0), 1(0.1-6.0), 2(6.1-10.0), 3(10.1-15.0), 4(15.1-40.0), 5(> 40.1-100). 20 evaluadores sin experiencia realizaron la primera evaluación visual (sin escala diagramática) de los foliolos con diferentes grados de daño. Posteriormente, se realizó una segunda evaluación, con 10 evaluadores, con apoyo de la escala. Los resultados obtenidos de cada evaluador se analizaron mediante una regresión lineal simple obteniendo valores de r2= 0.0042 a 0.8748, β0 de 0.51 a 9.11, y β1 de 0.132 a 0.925, sin uso de escala. Con uso de escala se obtuvieron valores de r2= 0.9143 a 0.9851, β0 de 0.001 a 0.911 y β1<0.001.
Conclusión. La escala diagramática de severidad generada fue validada y reproducible, mostrando una alta confiabilidad
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Figura 1. Escala diagramática de severidad de la mancha café (Ascochyta fabae) en haba. zLímite inferior-promedio-límite superior.
Figura 2. Distribución de residuales (severidad estimada-severidad real) de las evaluaciones de la mancha café (Ascochyta fabae) en foliolos de haba. A) Evaluación con escala. B) Evaluación sin escala.
Cuadro 1. Valores del Intercepto (β0), pendiente de la línea (β1), coeficiente de determinación (r²) y margen de error (1-r²) de la ecuación de regresión lineal simple en las estimaciones visuales de la severidad de la mancha café en haba (Ascochyta fabae), con 20 evaluadores sin escala y 10 evaluadores con escala